Koska aiempien kokeiden tulosten perusteella vaikutti siltä, että DNA2:n hiljentäminen siRNA-käsittelyllä ei merkittävästi vaikuttanut solujen mitokondrio-DNA:n ylläpitoon edes stressi- ja vauriotilanteissa, haluttiin varmistua, oliko aiemmin käytettyjen solunäytteiden DNA2 todella hiljentynyt siRNA:n vaikutuksesta. Tätä koetta varten valmistettiin myös uusi soluviljelmä, joista osa oli käsitelty siRNA:lla. Kvantitatiivisella PCR-menetelmällä tuotettuja uusia keskiarvoja ja keskihajontoja kontrolli- ja siRNA-käsitellyille näytteille vertailtiin vanhojen näytteiden arvojen kanssa, jolloin lopputuloksena oli lopulliset keskiarvot ja
-53
hajonnat sekä uusille, että vanhoille näytteille (Taulukko 8). Saaduista tuloksista muodostettiin myös kaksi kuvaajaa, yksi uusille (Kuva 25) ja yksi vanhoille näytteille (Kuva 26).
Sekä kuvaajien, että tuloksille suoritettujen Studentin t-testien perusteella voidaan todeta jonkin menneen väärin DNA2:n hiljentämisessä vanhojen näytteiden kohdalla.
Vanhojen näytteiden kohdalla ei ole havaittavissa lainkaan eroavaisuuksia kontrolli- ja siRNA-näytteiden välillä, kun taas uusilla soluilla suoritetussa hiljentämisessä on selkeästi havaittavissa suuri pudotus DNA2:n määrässä siRNA-käsitellyissä näytteissä. Tämä puolestaan auttaa selittämään aiempien kokeiden siRNA-käsittelyn epätavallisen heikot vaikutukset. Se myös saattaa näiden kokeiden tulokset epäluotettavaan valoon, jossa ainoastaan ddC- ja UV-käsittelyjen suorat vaikutukset voidaan olettaa olevan oikein. On mahdollista, että aiempien soluviljelmien DNA2 oli hyvin vähäisesti hiljentynyt siRNA-käsittelyn seurauksena, mutta sen vaikutukset saatuihin tuloksiin ovat vähäiset.
Todennäköisintä kuitenkin on, että aiemmissa kokeissa käytettyjen solujen DNA2:n hiljennys oli kokonaan epäonnistunut tai tehoton jonkin käsittelyn aikana tapahtuneen virheen takia.
Taulukko 8: DNA2:n hiljenemisen varmistamiskokeiden tulosten lopulliset keskiarvot ja keskihajonnat, sekä t-testien tulokset, sekä vanhoista, että uusista solunäytteistä. T-testin p-arvot on muodostettu vertailemalla kontrollinäytteitä siRNA 1+2 käsiteltyihin soluihin (vanhat solut), tai vertailemalla kontrollinäytteitä sekä siRNA 1 ja 2 käsiteltyihin soluihin, että siRNA 1+2 käsiteltyihin soluihin. Uusissa soluissa on havaittavissa merkittävä pudotus DNA2:n määrässä siRNA-käsitellyissä soluissa kontrolliin verrattuna, jota myös t-testin tulos puoltaa verrattuna vanhoihin solunäytteisiin.
54
Kuva 25: DNA2:n suhteelliset määrät uuden soluviljelmän kontrolli ja siRNA-käsitellyissä näytteissä. Kuvaajassa on havaittavissa hyvin merkittävä pudotus solujen DNA2:n määrässä siRNA-käsittelyjen seurauksena. Tämä pudotus on yhtä merkittävä niin siRNA 1:n, siRNA 2:n, kuin myös niiden yhteisvaikutuksen seurauksena.
Kuva 26: Vanhojen siRNA-käsiteltyjen ja kontrollinäytteiden DNA2:n hiljenemisen tarkistus.
Kuvaajassa on havaittavissa, että DNA2:n suhteellinen määrä pysyy lähes identtisenä kontrolli- ja siRNA-käsiteltyjen näytteiden välillä. Tämä puolestaan viittaa siihen, että aiemmissa tutkimuksissa käytettyjen näytteiden DNA2:n hiljeneminen on epäonnistunut, tai se on erittäin vähäistä siRNA-käsittelystä huolimatta. Huomioitavaa on myös kontrollinäytteiden suuri keskihajonta.
6 TULOSTEN TARKASTELU
Alkuperäisen tutkimussuunnitelman tarkoituksena oli selvittää ihmisen DNA2:n väliaikaisen yliekspression mahdollisia vaikutuksia solujen mitokondrioiden DNA:n ylläpidossa ja korjauksessa. DNA2:n on aiemmissa tutkimuksissa havaittu olevan yliekspressoitunut
55
esimerkiksi haiman syöpäsoluissa (Kumar ym. 2017), mikä tekee sen muiden vaikutusten tutkimisesta mielenkiintoista sen ollessa yliekspressoitunut soluissa. Tutkimuksen aloittamisen ja alustavien yliekspressiokokeiden jälkeen kävi kuitenkin selväksi, ettei DNA2:n yliekspressio toiminut viljellyissä HEK 293-soluissa kuten oli aluksi suunniteltu.
Western blot-menetelmällä tuotetuissa filmeissä ainoa havaittu DNA2:n yliekspressio osoittautui plasmidisekvensoinnin päätteeksi olevan AIDA:n aiheuttama, eikä DNA2:n kuten oli alun perin toivottu. Tämän vuoksi tutkimuskohde vaihtui DNA2:n yliekspressiosta sen hiljentämisen vaikutusten tutkimiseen.
DNA2 on aiemmissa tutkimuksissa osoittautunut, että sillä on jokin rooli mtDNA:n ylläpidossa ja replikaatiossa (Zheng ym. 2008, Duxin ym. 2009). Tämän vuoksi sen hiljentämisellä siRNA-käsittelyllä pitäisi olla negatiivisia vaikutuksia näiden prosessien aikana. Tuntemattoman syyn takia kuitenkin myös DNA2:n hiljentämisessä siRNA:lla ilmeni myöhemmin ongelmia. Suoritettuja kokeita yhdisti kaikkia yksi asia; DNA2:n hiljentämisellä ei vaikuttanut olevan suurta vaikutusta yhdenkään kokeen tuloksiin verrattuna kokeiden hiljentämättömiin kontrollinäytteisiin. Kun DNA2:n hiljentämisen varmennus päätettiin suorittaa uudelleen sekä uusilla soluviljelmillä, että vanhoista viljelmistä eristetyillä näytteillä, paljastui ettei vanhojen solujen DNA2 ollut hiljentynyt lainkaan, tai vain hyvin vähäisissä määrin. Tämä tulos puolestaan antaa aihetta kyseenalaistaa aiemmin suoritettujen kokeiden tulokset, joihin DNA2:n hiljentämisellä olisi saattanut olla mahdollisia vaikutuksia. Tämän seurauksena ainoat kokonaan luotettavat tulokset, joita kokeet tuottivat, liittyvät ddC:n ja UV-valon aiheuttamiin muutoksiin mtDNA:ssa. Näiden vaurioitusmetodien yhteisvaikutukset siRNA-käsittelyn kanssa voivat myös mahdollisesti osittain pitää paikkaansa, mutta niiden kohdalla on huomioitava, että valtaosa havaittavista muutoksista on mitä todennäköisimmin vaurioituksen aikaansaamaa, eikä DNA2:n hiljenemisen syytä. Vaikka oletettaisiin, että DNA2 olisi edes hieman hiljentynyt siRNA-käsittelyn seurauksena, ei sillä ollut havaittavaa, saatikka merkittävää vaikutusta soluviljelmien mtDNA:n topologiaan, kopionumeroon tai 7S-DNA:n suhteellisiin määriin.
Suoritetuissa kokeissa oli kuitenkin havaittavissa vaikutuksia solujen mtDNA:ssa, jotka oli altistettu joko ddC:lle tai UV-valolle. Tutkimuksissa paljastui ddC:n haitallinen vaikutus mtDNA:n replikaation aikana, jossa sen olemassaolo soluissa esti polymeraasi γ:n toiminnan, täten pysäyttäen suuren osan mitokondrioiden DNA:sta replikaatiovaiheeseen, mikä oli havaittavissa niin 2D-geelien analyyseissä, kuin mtDNA:n topologisten suhteiden tutkimuksissa. 2D-geelien näytteissä, jotka oli käsitelty ddC:llä esiintyi suuri määrä
RITOLS-56
välituotteita, jotka eivät kykene muuttumaan kaksijuosteiseksi DNA:ksi ilman polymeraasi γ:n toimintaa. Myös kyseisten geelien y-kaari tuotti voimakkaan signaalin, mikä myös viittaa replikaation pysähtymiseen ddC:n ollessa läsnä soluissa. Topologisten suhteiden osalta ddC-altistus lisäsi relaksoituneiden renkaiden suhteita niin katenaaneihin kuin superkiertyneisiin juosteisiin huomattavasti, joka myös on merkki replikaation pysähtymisestä. mtDNA relaksoituu ja avautuu replikaatiota varten, minkä ddC-altistus pysäyttää, johtaen relaksoituneiden mtDNA:n muotojen määrän kasvuun näytteissä. Samanlaisia ilmiöitä on havaittu myös aikaisemmissa tutkimuksissa, joissa soluviljelmiä on altistettu ddC:lle (Torregrosa-Muñumer ym. 2015, Torregrosa-Muñumer ym. 2017). Huomioitavaa havainto replikaatiotutkimuksissa oli havaittavissa näytteessä, joka oli käsitelty siRNA:lla, mutta ei ddC:llä. Tässä kyseisessä näytteessä oli havaittavissa kasvaneissa määrin samoja RITOLS-välituotteita, kuin ddC-käsitellyissä soluissa, mikä viittaisi siihen, että DNA2:n hiljentäminen olisi onnistunut kyseisen näytteen kohdalla edes osittain. Koska kyseinen ilmiö ei voi aiheutua polymeraasi γ:n toimimattomuudesta, saattaa se merkitä sitä, että DNA2:lla olisi jonkinlainen rooli mtDNA:n RITOLS-välituotteiden muuttamisessa kaksijuosteiseksi mtDNA:ksi yhdessä polymeraasi γ:n kanssa.
Kokeiden perusteella solujen UV-käsittelyllä ei vaikuttaisi olevan merkittävää vaikutusta solujen mtDNA:n topologisten muotojen suhteisiin tai sen 7S-DNA:n määriin.
UV-altistus tuotti kuitenkin havaittavia muutoksia mtDNA:n replikaatioon, jotka näkyivät 2D-geeleillä. UV-altistettujen solunäytteiden geeleissä oli havaittavissa suurta mtDNA:n replikaation pysähtymistä, joka oli nähtävissä kasvaneina määrinä replikaation erilaisia välituotteita. Samanlaisia vaikutuksia on myös aiemmin havaittu mtDNA:n replikaatiossa, jos soluja oli altistettu UV-valolle (Torregrosa-Muñumer ym. 2019). UV-kokeiden aikana solujen siRNA-käsittely ei tuottanut mitään havaittavia muutoksia mtDNA:n tutkituissa ominaisuuksissa.
7 JOHTOPÄÄTÖKSET
Tämän tutkimuksen tarkoituksena oli selvittää ihmisen DNA2-nukleaasi-helikaasin hiljentämisen tai yliekspression vaikutuksia solujen vahingonkorjaukseen, replikaation uudelleenkäynnistämiseen ja replikaatioon tutkimalla niiden mitokondrio-DNA:ta. Koska solujen DNA2:n yliekspressoiminen osoittautui haasteelliseksi, suoritettiin soluille sen sijaan DNA2:n hiljentäminen käyttäen sen tuotantoa häiritseviä pieniä RNA-palasia, siRNA:ta.
57
DNA2:n hiljentäminen siRNA:lla kuitenkin suurilta osin epäonnistui ja tämän vuoksi saadut tulokset ovat DNA2:n hiljentämisen vaikutusten osalta epäluotettavia.
Suoritetut tutkimukset eivät kuitenkaan jääneet kokonaan ilman hyödyllisiä tuloksia.
Sekä ddC-, että UV-käsittelyillä näyttäisi erinäisten suoritettujen kokeiden perusteella olevan haitallisia vaikutuksia solujen mitokondrio-DNA:han, joita oli havaittu myös aiemmin suoritetuissa tutkimuksissa liittyen mtDNA:han. UV-valolle altistaminen aiheutti soluviljelmissämme mtDNA:n replikaation suurta pysähtymistä, mutta se ei vaikuttanut muuten mtDNA:n tutkittuihin ominaisuuksiin. Samanlaisia vaikutuksia oli havaittavissa soluissa, jotka oli käsitelty ddC:llä. Replikaatio mitokondrioiden DNA:ssa pysähtyi suurelta osin, samalla jättäen jälkeensä suuria määriä RITOLS-välituotteita. ddC-käsittely aiheutti myös mtDNA:n topologian muuttumista suurelta osin relaksoituneiksi renkaiksi, jotka ovat sen yleinen muoto replikaation aikana. Nämä tulokset UV-valon ja ddC-käsittelyn osalta tukevat aiemmin tuotettua tutkimustietoa niiden vaikutuksesta mtDNA:n replikaatioon.
Tutkimusten aikana paljastui kuitenkin yksi mielenkiintoinen ilmiö, joka saattaisi viitata DNA2:n hiljentymisen onnistumiseen ddC-kokeiden aikana. Näytteessä, jonka DNA2 oli oletettavasti hiljentynyt siRNA-käsittelyn seurauksena, oli havaittavissa kasvaneita määriä RITOLS-välituotteita, joita oli nähtävissä myös ddC-käsitellyissä näytteissä. Koska solujen altistaminen ddC:lle estää polymeraasi γ:n toiminnan, saa se aikaan mtDNA:n replikaation pysähtymisen ja RITOLS-välituotteiden määrän kasvun, koska polymeraasi γ:lla on tärkeä osa niiden käsittelyssä. Tämä ddC:n aiheuttama RITOLS:ien määrän lisääntyminen normaalisti peittää allensa mahdolliset DNA2:n hiljentämisestä aiheutuvat muutokset RITOLS-määrissä, mikä puolestaan antaa olettaa, että DNA2:lla olisi jokin merkittävä rooli näiden välituotteiden käsittelyssä, koska niitä oli havaittavissa myös ddC-käsittelemättömissä, mutta DNA2-hiljennetyissä soluissa. Mitä todennäköisimmin tämä mahdollinen rooli on toimia yhdessä polymeraasi γ:n kanssa mtDNA:n replikaation vaiheessa, jossa yksijuosteiseen ja avautuneeseen mtDNA:han liittynyt RITOLS muunnetaan kaksijuosteiseksi mtDNA:ksi.
Koska kasvaneita DNA2-määriä on havaittu esimerkiksi haiman syöpäsoluissa, antaa tämä tutkimuksissa paljastunut tieto lisää luotettavuutta olettamukselle, että DNA2:lla on tärkeä rooli solujen mtDNA:n replikaatiossa.
On kuitenkin huomioitava, että valtaosa tässä tutkimuksessa käytetyistä solunäytteistä ei osoittautunut olevan hiljentynyt DNA2:n osalta, mikä puolestaan saattaa merkitä sitä, että edellä mainittu havainto olisi sattumaa. Havaittu RITOLS-määrän kasvu oli kuitenkin hyvin
58
selkeästi havaittavissa juuri ddC-käsittelemättömissä, mutta siRNA-käsitellyissä näytteissä, kun taas samanlaista muutosta replikaatiossa ei ollut havaittavissa kontrollinäytteessä. Tämä antaisi olettaa, että siRNA-käsittely olisi ainakin ddC-kokeiden aikana onnistunut, ja että DNA2:n hiljentämisellä olisi edellä mainittu vaikutus mtDNA:n replikaatioon. Lisää tutkimusta ja kokeiden uudelleentoistoja kuitenkin tarvitaan, että tämä havainto voidaan osoittaa oikeaksi, eikä vain satunnaiseksi vaihteluksi eri näytteiden välillä.
KIITOKSET
Haluan kiittää ohjaaja Jaakko Pohjoismäkeä tämän aiheen tarjoamisesta, sekä kaikkia niitä, jotka osallistuivat tämän projektin oikolukuun ja yleisen muotoilun avustamiseen.
Erityiskiitoksen haluan antaa toiselle ohjaajalleni Steffi Goffartille korvaamattomasta avusta, kärsivällisyydestä, neuvoista ja rakentavista kommenteista koko tämän projektin ajan. Lisäksi haluan kiittää Anu Hangasta ajoittaisesta avusta laboratoriossa.
LÄHDELUETTELO
Alfadhel M, Nashabat M, Ali QA, Hundallah K. 2017. Mitochondrial iron-sulfur cluster biogenesis from molecular understanding to clinical disease. Neurosciences, Vol 22.
Akbari M, Keijzers G, Maynard S, Scheibye-Knudsen M, Desler C, Hickson I, Bohr V. 2014.
Overexpression of DNA ligase III in mitochondria protects cells against oxidative stress and improves mitochondrial DNA base excision repair. DNA Repair, Vol 16, 44-53 Aloni Y, Attardi G. 1971. Expression of the mitochondrial genome in HeLa cell: II. Evidence
for complete transcription of mitochondrial DNA. Journal of Molecula Biology, Vol 55, 251-267
Archibald J. 2015. Endosymbiosis and Eukaryotic Cell Evolution. Current Biology, 25, R911-R921
Bae SH, Bae KH, Kim JA, Seo YS. 2001. RPA governs endonuclease switching during processing of Okazaki fragments in eukaryotes. Nature, Vol 412, 456-461
Berneburg M, Gattermann N, Stege H, Grewe M, Vogelsang K, Ruzicka T, Krutmann J. 1997.
Chronically Ultraviolet-exposed Human Skin Shows a Higher Mutation Frequency of Mitochondrial DNA as Compared to Unexposed Skin and the Hematopoietic System.
Photochemistry and Photobiology, 66:271-275
Birch-Machin M, Swalwell H. 2010. How mitochondria record the effects of UV exposure and oxidative stress using human skin as a model tissue. Mutagenesis, vol 25, p. 101-107
Blasiak J, Glowacki S, Kauppinen A, Kaarniranta K. 2013. Mitochondrial and Nuclear DNA Damage and Repair in Age-Related Macular Degeneration. International Journal of Molecular Sciences, 14, 2996-3010
Budd M, Campbell J. 1997. A Yeast Replicative Helicase, Dna2 Helicase, Interacts with Yeast FEN1 Nuclease in Carrying Out Its Essential Function. Molecular and Cellular Biology, Vol 17, 2136-2142
59
Budd M, Choe W, Campbell J. 2000. The nuclease activity of the yeast DNA2 protein, which is related to the RecB-like nucleases is essential in vivo. Journal of Biological Chemistry, Vol 275, 16518-16529
Burger G, Fotget L, Zhu Y, Gray M, Lang F. 2003. Unique mitochondrial genome architecture in unicellular relatives of animals. PNAS, Vol 100, 892-897, February.
Cadet J, Davies K. 2017. Oxidative DNA damage & repair: An introduction. Free Radical Biology and Medicine, 107, 2-12
Campbell N, Reece J, Urry L, Cain M, Wasserman S, Minorsky P, Jackson R. 2015. Biology:
A Global Approach. 1349 s. Pearson Education Limited Harlow.
Caston R, Demple B. 2017. Risky repair: DNA-protein crosslinks formed by mitochondrial base excision DNA repair enzymes action on free radical lesions. Free Radical Biology and Medicine, 107, 146-150
Chen XJ. 2013. Mechanism of Homologous Recombination and Implications for Aging-Related Deletions in Mitochondrial DNA. Microbiology and Molecular Biology Reviews, Vol 77, 476-496
Chinnery P, Schon E. 2003. Mitochondria. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 74:1188-1199
Choe W, Budd M, Imamura O, Hoopes L, Campbell J. 2002. Dynamic localization of an Okazaki fragment processing protein suggests a novel role in telomere replication.
Molecular and Cellular Biology, Vol 22, 4202-4217
Coffey G, Lakshmipathy U, Campbell C. 1999. Mammalian mitochondrial extracts possess DNA end-binding activity. Nucleic Acids Research, Vol 27, 3348-3354.
Copeland W, Longley M. 2008. DNA2 Resolves Expanding Flap in Mitochondrial Base Excision Repair. Molecular Cell, 32, November
Copeland W, Longley M. 2014. Mitochondrial genome maintenance in health and disease.
DNA Repair, 19, 190-198
Dalakas M, Semino-Mora C, Leon-Monzon M. 2001. Mitochondrial Alterations with Mitochondrial DNA Depletion in the Nerves of AIDS Patients with Peripheral Neuropathy Induced by 2’3’-Dideoxycytidine (ddC). Laboratory Investigation, November, Vol 81
Ding L, Liu Y. 2015. Borrowing Nuclear Helicases to Protect Mitochondrial DNA.
International Journal of Molecular Sciences, 16:10870-10887
Duxin J, Dao B, Martinsson P, Rajala N, Guittat L, Campbell J, Spelbrink J, Stewart S. 2009.
Human DNA2 Is a Nuclear and Mitochondrial DNA Maintenance Protein. Molecular and Cellular Biology, Vol 29, p 4274-4282
Der Giezen M. 2011. Mitochondria and the Rise of Eukaryotes. Bioscience, Vol 61, August Dumas L, Lussky J, McFarland E, Shampay J. 1982. New Temperature-Sensitive Mutants of
Saccharomyces cerevisiae Affecting DNA Replication. Molecular Genetics and Genomics, Vol 187, 42-46 Mammalian Mitochondria. Annual Review of Biochemistry, 76, 679-699
Feartherstone C, Jackson S. 1999. DNA double-strand break repair. Current Biology, Vol 9, October
Garcia-Lepe U, Bermudez-Cruz R. 2019. Mitochondrial Genome Maintenance: Damage and Repair Pathways. IntechOpen http://dx.doi.org/10.5772/intechopen.84627
60
Goffart S, Hangas A, Pohjoismäki J. 2019. Twist and Turn—Topoisomerase Functions in Mitochondrial DNA Maintenance. International Journal of Molecular Sciences, 20, 2041
Gray M, Burger G, Lang B. 1999. Mitochondrial Evolution. Science 283:1476-1481.
Gredilla R, Bohr V, Stevnsner T. 2010. Mitochondrial DNA repair and association with Aging – An Update. Experimental Gerontology, 45, 478-488
Herbers E, Kekäläinen N, Hangas A, Pohjoismäki J, Goffart S. 2019. Tissue specific differences in mitchondrial DNA maintenance and expression. Mitochondrion, Vol 44, 85-92.
Holt I, He J, Mao C, Boyd-Kirkup J, Martinsson P. Sembongi H, Reyes A, Spelbrink N. 2007.
Mammalian mitochondrial nucleoids: Organizing an independently minded genome.
Mitochondrion 7:311-321.
Holt I, Reyes A. 2012. Human Mitochondrial DNA Replication. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology, 4
Hu J, Souza-Pinto N, Haraguchi K, Hogue B, Jaruga P, Greenberg M, Dizdaroglu M, Bohr V.
2005. Repair of Formamidopyrimidines in DNA Involves Different Glycosylases: Role of OGG1, NTH1 and NEIL1 Enzymes. The Journal of Biological Chemistry, Vol 280, 40544-40551
Jemt E, Persson Ö, Shi Y, Mehmedovic M, Uhler J, Lopez M, Freyer C, Gustafsson C, Samuelsson T, Falkenberg M. 2015. Regulation of DNA replication at the end of the mitochondrial D-loop involves the helicase TWINKLE and a conserved sequence element. Nucleic Acids Research, Vol 43
Kalifa L, Beutner G, Phadnis N, Sheu SS, Sia E. 2009. Evidence for a role of FEN1 in maintaining mitochondrial DNA integrity. DNA Repair, Vol 8, 1242-1249
Kazak L, Reyes A, Holt I. 2012. Minimizing the damage: Repair pathways keep mitochondrial DNA intact. Molecular Cell Biology, Vol 13, October
Kolesar J, Wang C, Taguchi Y, Chou SH, Kaufman B. 2013. Two-dimensional intact mitochondrial DNA agarose electrophoresis reveals the structural complexity of the mammalian mitochondrial genome. Nucleic Acids Research, Vol 41
Kumar S, Peng X, Daley J, Yang L, Shen J, Nguyen N, Niu H, Bae G, Peng Y, Hsieh HJ, Wang L, Rao C, Stephan C, Sung P, Ira G, Peng G. 2017. Inhibition of DNA2 nuclease as a therapeutic strategy targeting replication stress in cancer cells.
Oncogenesis, Vol 6
Lakshmipathy U, Campbell C. 1999. Double strand break rejoining by mammalian mitochondrial extracts. Nucleic Acids Research, Vol 27, 1198-1204
Lee H, Milenkovic D, Larsson N. 2014. Characterization of DNA2, a mitochondrial DNA maintenance protein. Biochimica et Biophysica Acta – Bioenergetics Vol 1837
Lehninger A, Nelson D, Cox M. 2017. Principles of Biochemistry, Seventh Edition, 1172 s.
Macmillan Higher Education
Liu P, Demple B. 2010. DNA Repair in Mammalian Mitochondria: Much More Than We Thought? Environmental and Molecular Mutagenesis, Vol 51, 417-426
Markiewicz-Potoczny M, Lisby M, Lydall D. 2018. A Critical Role for DNA2 at Unwound Telomeres. Genetics, Vol 209, 129-141
Martin W, Müller M. 1998. The hydrogen hypothesis for the first eukaryote. Nature, 392, 37-41
Mason P, Matheson E, Hall A, Lightowlers R. 2003. Mismatch repair activity in mammalian mitochondria. Nucleic Acids Research, Vol 31, 1052-1058
Masuda-Sasa T, Imamura O, Campbell J. 2006. Biochemical analysis of human Dna2.
Nucleic Acids Research, Vol 34, 1865-1875
61
Mazunin I, Levitskii S, Patrushev M, Kamenski P. 2015. Mitochondrial Matrix Processes.
Biochemistry (Moscow), Vol 80, p. 1418-1428
McNally J, O’Brien P. 2017. Kinetic analyses of single-stranded break repair by human DNA ligase III isoforms reveal biochemical differences from DNA ligase I. Journal of Biological Chemistry, Vol 292, 15870-15879
Muftuogly M, More M, Souza-Pinto N. 2014. Formation and Repair of Oxidative Damage in the Mitochondrial DNA. Mitochondrion, 17, 164-181
Nadege B, Patrick L, Rodrigue R. 2009. Mitochondria: from bioenergetics to the metabolic regulation of carcinogenesis. Frontiers in Bioscience, Vol 14, 4015-4034
Newmeyer D, Ferguson-Miller S. 2003. Mitochondria: Releasing Power for Life and Unleashing the Machineries of Death. Cell, Vol 112, 481-490, February
Nicholls T, Minczuk M. 2014. In D-loop: 40 years of mitochondrial 7S DNA. Experimental Gerontology, Vol 56, 175-181
Park S, Gifford J, Garten R, Ives S, Dela F, Larsen S, Drakos S, Richardson R. 2014. Cardiac, Skeletal, And Smooth Muscle Mitochondrial Function; Are All Mitochondria Created Equal? American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology, 307, August
Pascucci B, Versteegh A, Hoffen A, Zeeland A, Mullenders L, Dogliotti E. 1997. DNA Repair of UV Photoproducts and Mutagenesis in Human Mitochondrial DNA. Journal of Molecular Biology, 273, 417-427
Paupe V, Prudent J. 2017. New insights into the role of mitochondrial calcium homeostasis in cell migration. Biochemical and Biophysical Research Communications. 500. 75-86 Pawlowska E, Szczepanska J, Blasiak J. 2017. DNA2 – An Important Player in DNA Damage
Response or Just Another DNA Maintenance Protein? International Journal of Molecular Sciences, 18, 1562
Peeva V, Blei D, Trombly G, Corsi S, Szukszto M, Rebelo-Guiomar P, Gammage P, Kudin A, Becker C, Altmuller J, Minczuk M, Zsurka G, Kunz W. 2018. Linear mitochondrial DNA is rapidly degraded by components of the replication machinery.
Nature Communications 9:1727
Pohjoismäki J, Goffart S. 2011. Of circles, forks and humanity: Topological organization and replication of mammalian mitochondrial DNA. BioEssays, Vol 33, 290-299
Pohjoismäki J, Goffart S, Taylor R, Turnbull D, Suomalainen A, Jacobs H, Karhunen P. 2010.
Developmental and Pathological Changes in the Human Cardiac Muscle Mitochondrial DNA Organization, Replication and Copy Number. PLoS ONE, Vol 5, May
Pohjoismäki J, Goffart S, Tyynismaa H, Willcox S, Ide T, Kang D, Suomalainen A, Karhunen P, Griffith J, Holt I, Jacobs H. 2009. Human Heart Mitochondrial DNA Is Organized in Complex Catenated Networks Containing Abundant Four-way
Junctions and Replication Forks. The Journal of Biological Chemistry, Vol 284, pp.
21446-21457, August
Rambold A, Lippincott-Schwartz J. 2011. SevERing Mitochondria. SCIENCE Vol 334, October p. 186-187
Reiss P, Casula M, Ronde A, Weverling GJ, Goudsmit J, Lange JMA. 2004. Greater and more rapid depletion of mitochondrial DNA in blood of patients treated with dual (zidovudine + didanosine or zidovudine + zalcitabine) vs. single (zidovudine) nucleoside reverse transcriptase inhibitors. HIV Medicine, 5, 11-14
Rocher C, Taanman J, Pierron D, Faustin B, Benard G, Rossignol R, Malgat M, Pedespan L, Letellier T. 2008. Influence of mitochondrial DNA level on cellular energy metabolism: implications for mitochondrial diseases. Journal of bioenergetics and biomembranes, 40:59-67
62
Ronchi S, Fonzo A, Lin W, Bordoni A, Liu C, Fassone E, Pagliarani S, Rizzuti M, Zheng L, Filosto M, Ferro M, Ranieri M, Magri F, Peverelli L, Li H, Yuan Y, Corti S, Sciacco M, Moggio M, Bresolin N, Shen B, Comi G. 2013. Mutations in DNA Link Myopathy to Mitochondrial DNA Instability. The American Journal of Human Genetics, 92, 293-300, February
Ruhanen H, Ushakov K, Yasukawa T. 2011. Involvement of DNA ligase III and ribonuclease H1 in mitochondrial DNA replication in cultured human cells. Biochimica et
Biophysica Acta, 1813, 2000-2007
Sagan L. 1967. On the origin of mitosing cells. Journal of Theoretical Biology, Vol 14, p. 225-274
Sage J, Gildemeister O, Knight K. 2010. Discovery of a Novel Function for Human Rad51:
Maintenance of the Mitochondrial Genome. The Journal of Biological Chemistry, Vol 285, 18984-18990
Schwartz RM, Dayhoff MO. 1978. Origins of prokaryotes, eukaryotes, mitochondria and chloroplasts. Science, Vol 199, p. 395-403
Shevelev I, Hubscher U. 2002. The 3’-5’ Exonucleases. Molecular Cell Biology, Vol 3, May Slominski A, Zmijewski M, Semak I, Kim T, Janjetovic Z, Slominski R, Zmijewski J. 2017.
Melatonin, mitochondria, and the skin. Cellular and Molecular Life Sciences, 74:3913-3925
Souza-Pinto N, Aamann M, Kulikowicz T, Stevnsner T, Bohr V. 2010. Mitochondrial helicases and mitochondrial genome maintenance. Mechanisms of Ageing and Development, 131, 503-510
Stumpf J, Copeland W. 2011. Mitochondrial DNA replication and disease: insights from DNA polymerase γ mutations. Cellular and Molecular Life Sciences, 68:219-233
Sykora P, Wilson D, Bohr V. 2012. Repair of persistent strand breaks in the mitochondrial genome. Mechanisms of Ageing and Development, 133, 169-175
Tadi S, Sebastian R, Dahal S, Babu R, Choudhary B, Raghavan S. 2016. Microhomology-mediated end joining is the principal mediator of double-strand break repair during mitochondrial DNA lesions. Molecular Biology of Cell, Vol 27
Taylor R, Turnbull D. 2005. Mitochondrial DNA Mutations in Human Disease. Nature Reviews Genetics, 6:389-402
Thyagarajan B, Padua R, Campbell C. 1996. Mammalian mitochondria possess homologous DNA recombination activity. Journal of Biological Chemistry, Vol 271, 27536-27543 Torregrosa-Muñumer R, Goffart S, Haikonen J, Pohjoismäki J. 2015. Low doses of UV and
oxidative damage induce dramatic accumulation of mitochondrial DNA replication intermediates, fork regression and replication initiation shift. Molecular Biology of Cell, 15;26(23):4197-208
Torregrosa-Muñumer R, Forslund J, Goffart S, Pfeiffer A, Stojkovi G, Carvalho G, Al-Furoukh N, Blanco L, Wanrooij S, Pohjoismäki J. 2017. PrimPol is required for
replication reinitiation after mtDNA damage. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 24;114(43):11398-11403
Torregrosa-Muñumer R, Hangas A, Goffart S, Blei D, Zsurka G, Griffith J, Kunz W, Pohjoismäki J. 2019. Replication fork rescue in mammalian mitochondria. Scientific
Torregrosa-Muñumer R, Hangas A, Goffart S, Blei D, Zsurka G, Griffith J, Kunz W, Pohjoismäki J. 2019. Replication fork rescue in mammalian mitochondria. Scientific